dentro del proyecto comunitario de reactivación ovina, para lo que se utilizó 12 eyaculados de

carneros de fertilidad probada recolectados por vagina artificial. No se observaron diferencias

significativas en los parámetros evaluados; sin embargo, las regresiones evidenciaron un

deterioro gradual desde las 2–6 horas, con posterior estabilización. Se concluye que la

refrigeración en cooler mantiene parámetros viables durante 24 horas, constituyendo una

alternativa accesible para programas reproductivos en la zona andina bajo condiciones

productivas reales.

community outreach project aimed at reactivating sheep production through the establishment

of a germplasm bank using ejaculates from fertility-proven rams collected via artificial vagina.

No significant differences were detected among the evaluated parameters; however, regression

analyses revealed a gradual decline beginning at 2–6 hours, followed by subsequent

stabilization. It is concluded that cooler refrigeration preserves viable seminal parameters for up

to 24 hours, representing an accessible alternative for reproductive programs under real

production conditions in the Andean region.

extracorporal y preservar la funcionalidad espermática.

decreciente, pasando de aproximadamente 619 mil a 448 mil cabezas en un periodo de diez

años, lo que hace imprescindible optimizar las técnicas de inseminación artificial para fortalecer

la eficiencia reproductiva del sector (INEC, 2025). Frente a esta realidad, se vuelve prioritario

mejorar el manejo del semen ovino como una estrategia para contrarrestar la reducción del

hato nacional.

conservarse a una temperatura de 5 °C, su cinética espermática suele deteriorarse de manera

considerable cuando se manipula bajo condiciones de campo (Maroto, 2020). Esta limitación

afecta directamente el éxito de los programas de inseminación artificial, evidenciando la

necesidad de evaluar con mayor precisión los efectos del almacenamiento en condiciones

reales.

metabolismo espermático en condiciones controladas de laboratorio; sin embargo, durante el

manejo en campo, esta misma práctica puede ocasionar daños irreversibles en la membrana

espermática, comprometiendo la viabilidad del semen (Pérez, 2020). En consecuencia, las

diferencias entre el laboratorio y el campo representan un factor crítico que debe ser

considerado en los protocolos de conservación seminal.

mantener una motilidad progresiva individual elevada, entre el 82 y 87 %, y una viabilidad de 68

a 71 % tras 24 horas de almacenamiento (Naim et al., 2009). No obstante, bajo condiciones de

manejo en campo, se plantea como hipótesis que la progresividad espermática disminuye de

forma paulatina dentro del cooler a partir de la segunda hora posterior a la colecta.

fisiología reproductiva del macho ovino. En ellas se encuentran células especializadas, como

las células de Leydig, encargadas de producir testosterona, hormona necesaria para la

maduración testicular y permite la aparición del comportamiento sexual. La producción

espermática se desarrolla en un ciclo de alrededor de 49 días, durante el cual ocurre la división

y diferenciación celular, produciendo cerca de 20 millones de espermatozoides por gramo de

testículo al día (Inca, 2023). Siendo así que la producción de espermatozoides es un proceso

continuo y dependiente de la madurez hormonal del animal.

túbulos seminíferos, iniciando con la proliferación de espermatogonias y culminando en la

formación de espermatozoides maduros tras aproximadamente 49 días, influenciado por la

testosterona de las células de Leydig y la estacionalidad fotoperiódica (Morocho, 2021).

Estudios recientes confirman que en temporada reproductiva (otoño), la producción alcanza 15-

25 millones de espermatozoides por gramo de testículo diario, con fases de multiplicación,

crecimiento, meiosis y espermiogénesis que dependen de un eje hipotálamo-hipofisario-

gonadal óptimo, donde picos de FSH y LH aceleran la diferenciación celular (Ojeda et al.,

2021). Alteraciones como estrés térmico o desnutrición reducen la eficiencia hasta en un 40%,

subrayando la necesidad de manejo nutricional y ambiental para maximizar la calidad

espermática en programas de mejoramiento genético ovino (Nieto-Aquino et al., 2025).

eyaculado, el cual varía según la edad, condición corporal, estado reproductivo y método de

recolección. La concentración espermática puede oscilar entre 3.500 y 6.000 millones de

momento de su uso se adiciona yema de huevo fresca para su aplicación en la conservación y

criopreservación seminal (ARBiotech, 2022; Loja, 2021). Por lo que, el uso de Triladyl®

contribuye a proteger a los espermatozoides durante los procesos de conservación. La

reproducción ovina es un pilar para la producción y el mejoramiento genético. La calidad y

viabilidad del esperma influyen directamente en las tasas de fertilización y en la eficiencia

reproductiva, especialmente en técnicas como la inseminación artificial y la transferencia de

embriones (Emsen, 2025). En conclusión, evaluar la calidad seminal es fundamental para el

éxito reproductivo en ovinos.

proporciona una herramienta cuantitativa esencial para optimizar protocolos de conservación

(Ulloa & Condo, 2019). Estudios recientes utilizando el método de Kaplan-Meier han

demostrado que la proporción de espermatozoides viables disminuye exponencialmente

después de 48 horas en diluyentes como Triladyl®, con tasas de supervivencia del 70% a 5°C,

pero cayendo por debajo del 40% a temperaturas superiores (Ojeda et al., 2021). Estos análisis

permiten comparar diluyentes y condiciones ambientales, identificando umbrales críticos para

inseminación artificial con éxito superior al 60% (Gallegos-Sánchez et al., 2021).

espermatozoides viables a lo largo del tiempo. Estas herramientas son útiles para determinar

cuánto tiempo el semen mantiene su funcionalidad bajo distintas condiciones de

medida de las condiciones de conservación.

Kaplan-Meier y el modelo de riesgos proporcionales de Cox, los cuales permiten evaluar el

tiempo de viabilidad y los factores asociados a su disminución (Lee, 2023). Por lo que el uso de

modelos estadísticos mejora la interpretación de la supervivencia espermática.

refrigeración como la congelación mal controlada pueden provocar daños estructurales en los

espermatozoides y afectar su funcionalidad (Montalban, 2020). Siendo fundamental un control

adecuado de la temperatura es necesario para mantener la calidad espermática.

esperma, ya que niveles extremos, como la deshidratación o el exceso de humedad, afectan

negativamente la estructura celular (Gallo, 2020). Por lo que la humedad es un factor ambiental

que debe ser controlado durante la conservación seminal.

daños criobiológicos en espermatozoides ovinos. Investigaciones de los últimos años indican

que fluctuaciones por encima de 37°C provocan disrupción acrosomal en hasta el 30% de las

células, mientras que la deshidratación relativa (humedad <50%) acelera la apoptosis,

reduciendo la motilidad progresiva en un 25% por día (Nieto-Aquino et al., 2025). Por ello,

protocolos integrados con refrigeración estable a 5°C y humedad controlada al 60-70%

temporales (0, 24, 48 y 72 horas), se posiciona como el indicador más confiable de la

capacidad fertilizante en semen ovino conservado (Ulloa & Condo, 2019). Investigaciones

recientes destacan que diluyentes como Triladyl® mantienen motilidades superiores al 65% a

las 48 horas bajo refrigeración controlada, correlacionándose directamente con tasas de

concepción del 55-70% en inseminaciones artificiales, mientras que descensos por debajo del

40% comprometen la fertilidad (Ojeda et al., 2021). Este parámetro, combinado con integridad

de membrana vía eosina-nigrosina, permite predecir con precisión la viabilidad funcional y

optimizar el manejo genético en poblaciones ovinas. Por ello, el objetivo del presente estudio

fue evaluar la curva de sobrevivencia espermática del semen ovino almacenado en un cooler

bajo refrigeración controlada (5 °C) en distintos intervalos de tiempo, con el fin de aportar

información útil para mejorar las prácticas de conservación seminal en condiciones reales.

Agropecuarias de la Universidad Católica de Cuenca, bajo condiciones ambientales

estandarizadas.

mediante las pruebas de Eosina-Nigrosina y Yoduro de Propidio(Paucar Quito et al., 2025); la

corporal óptima y antecedentes de alta fertilidad. La obtención del semen se realizó mediante el

método de vagina artificial, lo que permitió recolectar los eyaculados a una temperatura

controlada de 37 °C, reduciendo el impacto térmico inicial.

evidente a las 24 horas, lo que sugiere una mayor proporción de espermatozoides con

membrana comprometida. De manera similar, la permeabilidad de la membrana plasmática

evaluada mediante HOST mostró una tendencia descendente, indicando una pérdida

progresiva de la funcionalidad celular. Asimismo, la motilidad progresiva disminuyó de forma

sostenida a lo largo del tiempo, reflejando una reducción en la capacidad de desplazamiento

espermático, aspecto directamente relacionado con el potencial fertilizante.

mantener parámetros aceptables de calidad durante las primeras horas de almacenamiento, a

partir de la segunda hora post-colecta se inicia un deterioro paulatino, que se acentúa de forma

marcada a las 24 horas. Por lo tanto, el uso del semen ovino refrigerado en cooler debería

priorizarse dentro de un intervalo corto de tiempo para minimizar la pérdida de viabilidad y

asegurar una mayor eficiencia en programas de inseminación artificial bajo condiciones de

campo.

estadísticamente significativas en viabilidad espermática mediante eosina-negrosina (p =

0,921), integridad de membrana plasmática por HOST (p = 0,704) y motilidad progresiva (p =

0,464) durante las primeras 24 horas de refrigeración a 5 °C en Cooler, se alinean con múltiples

investigaciones recientes sobre conservación seminal ovina. Pichardo et al. (2021) reportaron

estabilidad de motilidad progresiva superior al 37 % y viabilidad celular en semen encapsulado

refrigerado hasta 72 horas, superando controles no encapsulados en un 25 %, atribuyendo esta

resistencia a la protección osmótica inicial. De manera similar, Arando Arbulo (2019) y Dura

(2023) documentaron tendencias de deterioro gradual en HOST comparables a la regresión

lineal observada en el presente estudio (y = −0,0132x + 0,9266; R² = 0,7566), relacionándolas

con estrés hipoosmótico durante las primeras 6 horas de almacenamiento. Asimismo, Rubio et

al. (2021) y Mancheno Herrera et al. (2026) confirmaron que diluyentes TRIS como Triladyl®

permiten mantener integridad plasmática superior al 80 % en los intervalos iniciales,

coincidiendo con el valor basal registrado (0,86 ± 0,09) y la estabilización observada posterior a

las 6 horas.

de inseminación artificial de campo. Porras Vargas et al. (2024) reportaron tasas de preñez

entre 55–65 % utilizando semen refrigerado por menos de 24 horas, superiores al 40 %

obtenido con semen congelado. En el contexto ecuatoriano andino, Quishpi (2021), Inca (2023)

y Ramírez (2022) establecieron umbrales funcionales hasta 36 horas mediante análisis Kaplan-

Meier, observando que motilidades mayores al 30 % se correlacionaron con fertilidades

superiores al 50 %, situación comparable a la tendencia no significativa registrada en el

presente estudio (40,05 ± 12,13 % a 0 h vs. 31,50 ± 12,80 % a 24 h).

= −0,0058x + 0,3815; R² = 0,5146; eosina: R² = 0,5146) evidencian un deterioro progresivo

proporcionales de Cox (HR = 1,12 por hora), mientras que Torres-Ruda et al. (2019) asociaron

motilidades inferiores al 32 % a las 24 horas con tasas de concepción menores al 40 % en

programas de mejoramiento genético ovino. De forma complementaria, Emsen (2025), Chale

(2021) y Loja (2021) recomiendan intervalos críticos menores a 12 horas para inseminación

artificial, particularmente en razas criollas andinas sensibles a variaciones ambientales (Gallo,

2020), proponiendo además monitoreo térmico continuo y la incorporación de antioxidantes

como ciclodextrinas (Herrera, 2026) para extender la viabilidad más allá de 24 horas sin

comprometer fertilidad.

Cooler para aplicaciones de campo en Ecuador, en concordancia con los resultados reportados

por ARBiotech (2022) y Nieto-Aquino et al. (2025), quienes alcanzaron eficiencias reproductivas

comparables al semen fresco en protocolos de sincronización estacional. Sin embargo, la

tendencia decreciente observada sugiere la necesidad de optimizar el tiempo de utilización,

incrementar el poder estadístico (≥ 0,8) y validar los resultados mediante estudios in vivo que

confirmen su equivalencia funcional frente a la criopreservación a largo plazo.

primeras 2 y 6 horas y tiende a estabilizarse posteriormente, estos cambios no alcanzaron

significancia estadística. Por tanto, aunque existe una tendencia numérica descendente

dependiente del tiempo, la estabilidad global del semen refrigerado bajo las condiciones

evaluadas se mantiene dentro de rangos funcionales aceptables.

alternativa efectiva, práctica y accesible para la conservación seminal en programas de

inseminación artificial ovina, particularmente en sistemas extensivos andinos.

investigación.

borrador original.

recursos, validación, revisión y edición de la redacción

edición de la redacción

ARBiotech. (2022). Triladyl y Biladyl. Minitube. https://tienda.arbiotech.com.mx/wp-

Emsen, E. (2025). Recent advancements in assisted reproductive technologies (ART) in small

Farfán-Alvarado, K. D., Alvarado-Alvarado, J. C., & Moscoso-Piedra, A. L. (2025).

Gallegos-Sánchez, J., Cadena-Villegas, S., Pérez-Hernández, P., Cortez-Romero, C., &

Gallo, J. (2020). Implementación del triple test espermático en semen ovino refrigerado en el

Guamarrigra Sanchez, I. C., Alvarado Alvarado, J. C., Moscoso Piedra, A. L., & Maldonado

Guiracocha-Viñanzaca, I. M., Moscoso-Piedra, A., & Alvarado-Alvarado, J. C. (2025). Efecto de

Inca, D. (2023). Efecto del plasma seminal y vitamina E sobre el proceso de crioconservación y

INEC. (2025). Encuesta de superficie y producción agropecuaria continua. Instituto Nacional de

Lema Guamán, M. F., Maldonado Cornejo, M. E., Alvarado Alvarado, J. C., & Moscoso Piedra,

Loja, E. (2021). Efecto de la concentración de la coenzima Q10 en semen ovino post

Mancheno Herrera, C. A., Llerena Zambrano, J. C., Herrera Ocaña, H. R., Condolo Ortiz, L. A.,

Maroto, M. (2020). Evaluación de la motilidad del semen fresco utilizando dos diluyentes

Martínez-Duran, J., Duverger-Tellez, O., Díaz-Martínez, N., Interian-Alvarez, L., Denis-García,

Muñíz-Castillo, J. A., Cruz-Zavala, D., Sosa-Pérez, G., Flores-Santiago, E. J., Hernández-

Naim, P., Cueto, M., & Gibbons, A. (2009). Inseminación artificial a tiempo fijo con semen ovino

Nieto-Aquino, R., Salinas-Rios, T., Gervacio-Liborio, F., Hernández-Bautista, J., Rodríguez-

Pichardo, J. E. H., Martínez, A. M., & Suastegui, J. L. R. (2021). Calidad espermática de semen

Porras Vargas, J. L., Maldonado Castro, G. A., & Rodriguez Molano, C. E. (2024). Evaluación

Quishpi, J. (2021). Situación actual de la producción ovina en el Ecuador [Tesis de Grado,

Ramirez, C. C. (2022). Manual de procedimientos para la evaluación andrológica, calidad

Rubio, S., Díaz, J., Osorio, M., González, V., & Quintero, M. (2021). Crioprocesado de semen

Ulloa, L., & Condo, L. (2019). Evaluación de las características cuali-cuantitativas del semen

Valdez-Pinargote, G., Moscoso-Piedra, A., & Maldonado-Cornejo, M. (2024). Efecto de la